骨髓间充质干细胞诱导成骨细胞模型中活化转录因子4基因的表达

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.01.004

摘要/Abstract

摘要：

背景：研究发现活化转录因子4为近调控成骨细胞分化和功能的活化因子，在成骨细胞分化过程中起着至关重要的作用。
目的：探索SD大鼠骨髓间充质干细胞成骨诱导过程中活化转录因子4基因的表达变化及其意义。
方法：以全骨髓贴壁法培养SD大鼠骨髓间充质干细胞，传代至第3代细胞时加入成骨诱导剂，在诱导的第0，1，4，7，10，13，16，19天分别采用PT-PCR，Western blot动态监测活化转录因子4基因及蛋白的表达变化，以未进行成骨诱导细胞做对照。
结果与结论：RT-PCR结果显示，活化转录因子4 mRNA的表达随着细胞成骨分化程度加剧而升高，16 d达到峰值。Western blot分析结果显示，活化转录因子4蛋白表达量随着骨髓间充质干细胞骨化程度加剧，表达水平亦呈上升趋势，于16 d达到高峰，19 d维持在高水平状态。实验组各时间点活化转录因子4 mRNA和活化转录因子4蛋白表达与对照组相比差异有均有显著性意义(P < 0.05)。结果表明诱导成骨细胞中活化转录因子4表达增强，提示活化转录因子4的增强与骨髓间充质干细胞成骨分化能力呈正相关。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程

全文链接：

关键词: 干细胞, 骨髓干细胞, 骨髓间充质干细胞, 成骨诱导, 活化转录因子4, 矿化结节, 茜素红染色

Abstract:

BACKGROUND: Activating transcription factor 4 is found as an activating factor that can regulate osteogenic differentiation and function, and plays a critical role in the osteogenic differentiation.
OBJECTIVE: To investigate the expression and significance of activating transcription factor 4 in the osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells from Sprague-Dawley rats.
METHODS: Bone marrow mesenchymal stem cells from Sprague-Dawley rats were cultured using the whole bone marrow adherence method, and ossification revulsant was added to induce passage 3 cells. Cells with no osteogenic induction served as controls. RT-PCR and western blot assay were employed to dynamically monitor expression of activating transcription factor 4.
RESULTS AND CONCLUSION: RT-PCR results showed that activating transcription factor 4 mRNA expression increased with the increasing osteogenic differentiation, and peaked at day 16. Western blot analysis showed that the protein expression of activating transcription factor 4 tended to increase with the increasing osteogenic differentiation, peaked at day 16 and still maintained at a higher level at day 19. Compared with the uninduced cells, activating transcription factor 4 in the induced cells exhibited a higher expression at mRNA and protein levels (P < 0.05). These findings indicate that activating transcription factor 4 expression is elevated during osteogenic differentiation, showing a positive correlation with osteogenic ability of bone marrow mesenchymal stem cells.

全文链接：

Key words: stem cells, mesenchymal stem cells, osteoblasts, activating transcription factor 4

中图分类号:

R394.2

吴丹，李苏伶，王璐，徐凌，向华居 . 骨髓间充质干细胞诱导成骨细胞模型中活化转录因子4基因的表达[J]. 中国组织工程研究, 2014, 18(1): 21-26.

Wu Dan, Li Su-ling, Wang Lu, Xu Ling, Xiang Hua-ju. Expression of activating transcription factor 4 in osteogenic induction of bone marrow mesenchymal stem cells[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(1): 21-26.

图/表（结果） 4

2.1 骨髓间充质干细胞原代、传代培养细胞形态 接种 24 h后，可观察到贴壁细胞，48 h后细胞迅速增殖，细胞呈多突状，短梭状或椭圆形，核仁多且明显。一些细胞密集于细胞群中心，一些细胞呈放射状排列在其周围，开始形成细胞集落，且细胞之间无接触抑制生长现象。7 d后细胞融合可达90%，此时可进行细胞传代(图1A)。传代后细胞在24 h内贴壁，并很快增殖融合，较之原代细胞体积大，呈多突状或长梭状，有薄且短的胞质突起形成，细胞核可有多个核仁，胞质中有少量黑小颗粒。传代细胞的增殖较快，3-5 d融合即可达85%-90%(图1B)。

2.2 骨髓间充质干细胞成骨诱导及鉴定结果 传代培养至第3代中加入成骨诱导剂后，细胞继续生长，9 d后铺满培养瓶底，并开始发生形态改变，细胞增殖量不明显，细胞之间无接触抑制现象，12-16 d时细胞间出现了较多散在的致密矿化结节，体积随时间而增大，结节周围的细胞排列密集，结节中心透光性差(图1C)。

钙结节茜素红染色实验：将0.1%的茜素红溶于 0.05 mol/L Tris-HCl，调整pH到8.3，40 g/L多聚甲醛行细胞固定，蒸馏水冲洗3次后加入0.1%茜素红染色液，37 ℃下染色30 min。茜素红染色显示，实验组细胞中出现橘红色矿化结节(图1D)，对照组染色阴性。此时，对照组细胞密集重叠生长，但误明显矿化结节形成，且因未传代而出现细胞凋亡。

2.3 诱导骨髓间充质干细胞成骨分化模型中活化转录因子4 mRNA的表达 RT-PCR结果显示，活化转录因子4 mRNA的表达随着细胞成骨分化程度加剧而升高。各实验组与空白对照组相比差异有显著性意义(P < 0.05)。活化转录因子4 mRNA表达量从4 d开始缓慢升高，7 d表达量明显升高，16 d达到峰值(图2A)。

2.4 诱导骨髓间充质干细胞成骨分化模型中活化转录因子4蛋白的表达 Western blot分析结果显示，活化转录因子4蛋白表达量随着骨髓间充质干细胞骨化程度加剧，表达水平亦呈上升趋势，于16 d达到高峰，19 d维持在高水平状态(图2B)，与mRNA 表达趋势基本一致。各时间点实验组与空白对照组相比差异有显著性意义(P < 0.05) (图2B)。

参考文献

[1] Yang X,Matsuda K,Bialek P,et al.ATF4 is a substrate of RSK2 and an essential regulator of osteoblast biology:Implication for Cofin-Lowry syndrome.Cell.2004; 17:387-398.

[2] Mendes SC,Tibbe JM,Veenhof M,et al.Bone tissue-engineered implants using human bone nlarrow stromal cells:effect of culture conditions and donor age.Tissue Eng.2002;(8):911-920.

[3] 程雷,聂林,谢青,等.大鼠骨髓基质干细胞的培养鉴定及向成骨细胞诱导分化的实验研究[J].中华物理医学与康复杂志,2005, 27(3): 138-140.

[4] 张琪,陈规划.诱导多能肝细胞研究进展-细胞的炼丹术[J].器官移植,2010,1(1):52-54.

[5] 朱勇,陈良万,林若柏,等.SD大鼠骨髓间充质干细胞体外培养、表型鉴定及标记[J].吉林大学学报:医学版,2009,35(2):326-329.

[6] 杨柳,段小军.骨组织工程学中种子细胞研究的前沿问题[J].中国临床康复,2002,6(4):532-533.

[7] De Ugarte DA, Alfonso Z, Zuk PA, et al.Diferential expression of stem cell mobilization••associated molecules on multi-lineage ce lls from adipose tissue and bone mSlTOW. Immunoln.2003;89(23):267-270.

[8] 孙晓雷.牛脱细胞骨基质生物力学及其黏附性的实验研究[D].天津:天津医科大学,2007.

[9] 王广军,王爱萍,郑修启,等.骨髓间充质干细胞与基因治疗[J].泰山医学院学报,2006,27(2):179-181.

[10] 阳玉群,莫雪安,农伟东,等.全骨髓贴壁改良培养法体外分离培养大鼠骨髓间充质干细胞[J].广西医科大学学报,2013,30(2): 171-174.

[11] 程庆,邓湘东,曹卉,等. 改良贴壁法培养大鼠骨髓间充质干细胞[J]. 中国热带医学,2013,13(8):931-934.

[12] 银广悦,陈素萍,丁俊丽,等.小鼠骨髓间充质干细胞的体外分离培养和鉴定方法学探讨[J].中国实验诊断学,2013,17(4): 647-650.

[13] 肖仕辉,韦庆军,赵劲民,等.全骨髓贴壁法培养兔骨髓间充质干细胞体外定向成骨诱导分化及鉴定[J].中国组织工程研究,2013, 17(6):1069-1074.

[14] 戚宗泽,罗云飞,侯勇,等.兔骨髓间充质干细胞的分离、体外培养、鉴定及成脂诱导[J].昆明医科大学学报,2013,34(1):28-31.

[15] 吴玉琼,江凌勇,张鹏,等.骨质疏松大鼠骨髓间充质干细胞的培养方法及生物学特性鉴定[J].中国口腔颌面外科杂志,2013,11(1): 8-14.

[16] 何丁文,殷嫦嫦,殷明.全骨髓贴壁法分离培养大鼠骨髓间充质干细胞研究[J].九江学院学报:自然科学版,2012,(4):67-70.

[17] 何丁文,邬亚华,殷明,等.不同胎牛血清、培养瓶体外培养大鼠骨髓间充质干细胞效果比较[J].山东医药,2012,52(38): 30-32.

[18] 韩伟,李争艳,刘杨,等. Wistar大鼠骨髓间充质干细胞的原代培养和鉴定[J].哈尔滨医科大学学报,2011,45(2):135-137.

[19] 张守信,刘晓妍,华秀峰,等.新生小鼠心肌细胞的纯化培养与鉴定[J].中国医药指南,2012,10(26): 20-22.

[20] 刘贤华,仝青英,白晓东.人骨髓间充质干细胞体外不同分离与培养方法的比较[J].武警医学,2012,23(10):836-839.

[21] 曾瑞霞,单伟,房艳,等.密度梯度离心法结合贴壁法体外分离培养大鼠骨髓间充质干细胞[J].解剖科学进展,2012,18(5): 438-441.

[22] 张君红,姜海行,覃山羽,等.全骨髓细胞贴壁法分离与培养大鼠骨髓间充质干细胞的多向分化能力[J].中国组织工程研究,2012, 16(36):6685-6689.

[23] 盛瑾,许官学,石蓓,等.全骨髓法培养SD大鼠骨髓间充质干细胞及其生物学特性[J].遵义医学院学报,2011,34(2):132-136.

[24] 张利铭,陈智超,邹萍,等.全骨髓贴壁法分离培养人骨髓间充质干细胞及成骨诱导分化[J].临床血液学杂志,2012,25(3):317-319.

[25] 许峰,李宝平,张雷,等.全骨髓贴壁改良法分离培养人骨髓间充质干细胞及标记鉴定[J].中国医学工程,2012,20(2):63-63.

[26] 李晓峰,赵劲民,苏伟,等.大鼠骨髓间充质干细胞的培养与鉴定[J]. 中国组织工程研究与临床康复,2011,15(10):1721-1724.

[27] 谭琦,黄政德,王立凤.大鼠骨髓间充质干细胞分离和培养方法的研究[J].湖南中医药大学学报,2011,31(7): 74-76.

[28] 李树法,张敏.贴壁和缩短胰酶消化时间培养大鼠骨髓间充质干细胞[J].中国组织工程研究与临床康复,2011,15(36): 6687- 6690.

[29] 赵林,冯智慧,焦淑贤,等.全骨髓贴壁法分离培养大鼠骨髓间充质干细胞及其生物学特性[J].中国组织工程研究与临床康复,2011, 15(32):5923-5927.

[30] 宗英,袁伯俊,陆国才.活化转录因子4在辐射诱导的损伤中的作用及机制[J].中国药理学与毒理学杂志,2013,27(3):172.

[31] 柴路维,姜蓉,何小茜,等. ATF4基因在小鼠胚胎围着床期子宫内膜的表达[J].基础医学与临床,2012,32(11):1293-1297.

[32] 李发祥,杨荣,陈婷芳,等.斑马鱼基因ATF4多克隆抗体的制备[J]. 激光生物学报,2012,21(1):56-59.

[33] 陈超,吴望军,熊远著. 猪ATF4基因多态性与生产性状的关联及基因表达分析[J].遗传,2011,33(12):1347-1352.

[34] 潘红,王军,朱冠南,等.缺氧缺血性脑损伤新生大鼠磷酸化真核翻译起始因子2α和激活转录因子4表达的变化[J]. 南京医科大学学报:自然科学版,2011,31(11):1573-1575.

[35] 刘晓燕,戴爱国,谭双香.慢性阻塞性肺疾病中转录因子ATF3/ ATF4与Nrf2的表达及相互作用[J].中国病理生理杂志,2011, 27(10):1961.

[36] 刘晓燕,戴爱国,李洁.转录因子ATF3和ATF4在大鼠慢性阻塞性肺疾病中的表达及作用[J].中国呼吸与危重监护杂志,2011, 10(2):121-125.

[37] 王万东,陈东风.非酒精性脂肪变性肝细胞模型中ATF4基因的表达及其意义[J].第三军医大学学报,2010,32(14): 1487-1490.

[38] 申向民,杨期东,谭利明,等.大鼠局灶性脑缺血再灌后转录因子ATF4的表达变化[J].中风与神经疾病杂志,2010,27(4):330-332.

[39] 王春玲,魏福兰,赵艳红,等.离心力作用下人牙周膜细胞转录活化因子4的表达[J].上海口腔医学,2007,16(4):422-426.

[40] Yang X,Karsenty G.ATF4,the osteoblast accumulation of whichis determ ined post-translationally,can induce 0ste0blastspeci6cgene expression in non-osteoblastic Cells. Biol Chem.2004;279:47109-47114.

[41] 庄淑波,刘毅,陈克明,等.大鼠骨髓间充质干细胞体外分离、纯化与培养适宜条件的筛选[J].中国组织工程研究与临床康复, 2007, 11(20):3886-3991.

[42] 魏福兰.ATF4与正畸牙周组织改建相关的实验研究[D].济南:山东大学,2007.

[43] Block MA, Kent JN.Placement of endosseous implants into tooth extractions sites. Oral Maxillofacial Surg.2010;(9): 269-276.

[44] 吴丹.即刻种植即刻加载对骨结合界面形成的影响[D].重庆:重庆医科大学,2012.

[45] Nail GA, Stein S, Korhi M, et al. Evaluation of endosseous implants placed in fresh extraction sites in dogs. Dent Res. 2010(6):347-351.

引言

材料方法

设计：单一样本观察。

时间及地点：实验于2011年11月至2012年6月在重庆医科大学实验动物中心完成。

材料：

实验动物：SPF级2周龄SD大鼠4只，雄雌不限，体质量90-120 g，由重庆医科大学实验动物中心提供。

实验方法：

培养液配制：基础细胞培养液：低糖DMEM，F12培养基，含体积分数15%胎牛血清，3 mmol/L的L-谷氨酰胺混合配置。诱导细胞培养液：基础细胞培养液中加入终浓度为10 mmol/Lβ-甘油磷酸纳、10^-⁸ mol/L地塞米松及50 mg/L抗坏血酸。

骨髓间充质干细胞原代培养、传代培养：麻醉处死SD大鼠后，用体积分数75%乙醇浸泡15 min，取其左右胫骨和股骨，尽量去净骨表面所附着的肌肉组织和筋膜，用眼科剪将长骨骨骺端去除，暴露髓腔，用低糖DMEM培养液反复冲洗直至腔内透白，以保证冲出的骨髓量尽可能多。用吸管和5号针头注射器反复吹打至液体基本均匀，制成单细胞悬液，加入基础细胞培养液后静置于37 ℃、体积分数5%CO₂培养箱内。于培养后的24 h和48 h更换培养液，并用低糖DMEM冲洗去除未贴壁细胞，以后每3 d换液1次，待贴壁细胞汇合至90%时，用0.25%胰蛋白酶消化，按1∶2进行传代培养^[3-4]。

骨髓间充质干细胞鉴定：参考文献[5]方法采用流式细胞术对第3代骨髓间充质干细胞进行表型鉴定。

骨髓间充质干细胞成骨分化培养、分组及成骨细胞鉴定：取第3代骨髓间充质干细胞，以5×10⁷L^-¹的细胞浓度分装于培养瓶及96孔板内贴壁生长。诱导细胞培养组(实验组)加入诱导成骨分化培养液，基础细胞培养组(对照组)加入等量基础细胞培养液，每3 d换液1次。实验采用细胞矿化作用的检测鉴定细胞成骨分化：观察96孔培养板内细胞的形态，并于19 d时洗净各孔内的培养液，胎牛血清洗3次；每孔加入1 mL体积分数10%的甲醛固定30 min，水洗后饱和茜素红染色30 min，再水洗后于镜下观察细胞的形态和染色结果。

细胞总RNA提取及活化转录因子4 mRNA的表达变化：实验组分别在诱导的第0，1，4，7，10，13，16，19天提取细胞，进行RT-PCR。由威斯腾生物技术公司进行引物设计合成，引物上游：GTT GGT CAG TGC CTC AGA CA，下游：CAT TCG AAA CAG AGC ATC GA，内参为β-action上游：AGT GTG ACG TTG ACA TCC GT，下游： GAC TCA TCG TAC TCC TGC TT。将培养液弃去后，用预冷的PBS洗涤2次后沥干水分。加入1 mLTripure 试剂于瓶中开始细胞裂解过程，轻摇培养瓶，使试剂均匀覆满瓶底。收集裂解液于1.5 mL离心管中，按照Tripure reagent和Access RT-PCR System10操作提取总RNA并进行PCR扩增。每个样品取8 μL放于1.0%琼脂糖上进行凝胶电泳，通过成像分析软件Quantity One对凝胶电泳图进行半定量。每个实验组做3个平行重复，以其平均值为依据计算样品目的基因GAPDH扩增条带的吸光度值比值，数据用x(_)±s表示，用SPSS 17.0软件进行相关分析。

细胞总蛋白的提取及活化转录因子4蛋白表达变化：弃去培养瓶中的培养基，用预冷的PBS洗涤2次后沥干水分。每瓶中加入100 μL裂解液，轻转培养瓶使裂解液均匀覆满瓶底，平放于冰上行细胞裂解过程。10 min后用细胞刮收集裂解细胞于一干净的1.5 mL离心管中，4 ℃，12 000 r/min离心15 min后取上清液。电泳时以80 V跑胶后转压至120 V过夜，转印至PVDF膜后用恒流200 mA，转移约1.0 h。TBST中清洗膜1 min，封闭液封闭过夜。用封闭液将一抗稀释成一定的浓度(1∶200)，温育一抗1.5 h；用TBST清洗3次后用封闭液将二抗稀释成一定的浓度(1∶4 000)，温育二抗1.5 h；TBST清洗3次后进行最后的化学发光法，显影，定影，扫描胶片，UVP凝胶图像处理系统自带Labworks4.6软件处理分析目的条带灰度值^[6]。

主要观察指标：①骨髓间充质干细胞原代、传代培养结果。②骨髓间充质干细胞成骨诱导及鉴定结果。③诱导骨髓间充质干细胞成骨分化模型中活化转录因子4 mRNA及活化转录因子4蛋白的表达。

统计学分析：采用SPSS 17.0统计软件，实验数据以 x(_)±s表示，采用单因素方差分析对组间数据进行比较。

全文链接：

讨论

作为骨组织工程的种子细胞需要满足以下要求^[7]：①实验取材方便，不会造成供体较大伤害。②容易进行体外分离及增值培养。③成骨分化潜能高。④细胞成骨表达稳定，连续传代仍能保持较高表达。虽然骨髓间充质干细胞在骨髓中的占有度较少，仅占有核细胞的0.001%- 0.010% ^[8-9]，但是其取材容易，体外培养成活率高，在成骨诱导下具有较高成骨能力等特点，还是使它在骨组织工程研究中应用得最为广泛。

实验同时采用了全骨髓贴壁培养方法，利用骨髓间充质干细胞与其他细胞不同的黏附力，通过洗涤细胞来分选留下具有较强黏附贴璧能力的骨髓间充质干细胞，随着传代次数的增加使细胞得以进一步分离纯化^[10-29]。

活化转录因子4是活化转录因子基因大家族的重要成员，属于碱性白氨酸超链家族。该基因族具有识别顺式作用转录增强子cAMP效应元件的能力，是一种包含Fos和Jun结合位点的DNA结合蛋白。

宗英等^[30]研究活化转录因子4在辐射生物学中的作用，特别是活化转录因子4在辐射敏感性、辐射诱导损伤中的作用，结果表明活化转录因子4是重要的辐射诱导转录因子，可能具有一定的辐射增敏或者杀伤肿瘤效应，是一种抑癌基因。

柴路维等^[31]探讨转录激活因子4在小鼠胚胎围着床期子宫内膜中的表达规律及在胚胎植入过程中的作用，认为活化转录因子4在小鼠妊娠早期可能参与子宫内膜蜕膜化过程，有利于着床。

李发祥等^[32]报道认为制备活化转录因子4的多克隆抗体对于研究其在斑马鱼心脏发育过程中的作用有重要的意义。选择活化转录因子4基因中特异性强、具亲水性的一段核苷酸序列(1 017 bp)，通过PCR扩增，将片段重组到原核表达载体pET-28a，然后转化入Rosetta菌株中。经测序鉴定正确后，用IPTG诱导表达融合蛋白，以该融合蛋白免疫小鼠，获得活化转录因子4多克隆抗鼠血清。对该多抗血清抗体进行验证，具有很好特异性和较高效价，可以用作Western-blotting、免疫印迹等试验分析。

陈超等^[33]为进一步了解和认识活化转录因子4基因的功能，揭示活化转录因子4对猪脂肪代谢的影响，寻找与肉质性状相关联的分子标记。结果表明活化转录因子4基因在大白猪和梅山猪胚胎期65 d和出生后3 d中的表达水平相对都比较低，且在两品种间无明显差异；而在出生后60 d和120 d，活化转录因子4基因在大白猪中与梅山猪均出现了上调表达，并且在梅山猪中的相对表达水平要显著高于大白猪。研究结果为进一步深入研究猪活化转录因子4基因在脂肪代谢中的分子机制奠定了基础。

潘红等^[34]研究新生大鼠缺氧缺血性脑损伤后磷酸化真核翻译起始因子2α[eIF2α(p)]、激活转录因子4表达的变化。结果提示eIF2α(p)、活化转录因子4参与了新生大鼠缺氧缺血性脑损伤病理生理过程。缺氧缺血性脑损伤可能诱发了内质网应激反应，启动了PKR样内质网激酶(PERK)介导的未折叠蛋白应答(UPR)通路。

刘晓燕等^[35-36]研究活化转录因子3、活化转录因子4和红系衍生核因子相关因子2在慢性阻塞性肺疾病患者体内的表达变化，探讨活化转录因子3、活化转录因子4与红系衍生核因子相关因子2蛋白之间的相互作用。结果提示氧化应激状况下活化转录因子3和活化转录因子4表达明显上调，通过与红系衍生核因子相关因子2之间的相互作用，可能转录调控红系衍生核因子相关因子2靶基因的表达，在慢性阻塞性肺疾病的氧化/抗氧化失衡中发挥生物学作用。

王万东等^[37]研究内质网应激相关蛋白活化转录因子4基因在油酸诱导脂肪变性的肝细胞模型中的表达变化及其意义。结果脂肪变性肝细胞中活化转录因子4表达增强，提示肝细胞脂肪变性可能引起内质网发生应激，其可能与非酒精性脂肪性肝病关系密切。

申向民等^[38]观察鼠脑缺血再灌注后活化转录因子4 mRNA及蛋白的表达变化。结果表明鼠脑缺血再灌注可诱导活化转录因子4在缺血半暗带区表达，提示活化转录因子4可能在脑缺血再灌注损伤中发挥重要作用。

有研究证明，活化转录因子4缺陷鼠会表现出科勒综合征^[39-40]，即囟门闭合延迟，精神身体发育迟缓，骨骼形成延迟，牙齿钙化发育异常。相应成骨细胞的合成蛋白能力降低，Ⅰ型胶原合成降低。在非成骨细胞系细胞中强制表达活化转录因子4，可诱导骨钙素的表达，而骨钙素是成骨细胞特异型基因，只在分化的成骨细胞和成牙质细胞高水平表达。

迄今为止，只有活化转录因子4和钙结合蛋白具有这一特点。有研究证实活化转录因子4是RSK2的磷酸化底物。活化转录因子4和RSK2以一种线性级联的方式调控成骨细胞分化和功能，是间充质细胞向成骨细胞分化所必需的^[41-42]。

实验表明，在体外培养的骨髓间充质干细胞中可以检测到活化转录因子4 mRNA的表达，但几乎没有蛋白的表达。在成骨诱导剂作用下，随着其骨化程度的剧化，活化转录因子4在基因和蛋白水平都发生了变化，从4 d开始缓慢升高， 7 d表达量升高明显，16 d达到峰值，这从一定程度上证实了，活化转录因子4与骨髓间充质干细胞的成骨能力有必然的联系，且具有一定的促进成骨的作用，与之前众多学者的研究结果一致^[43]。这为活化转录因子4生物制剂的研制及应用于相关研后续究提供了理论依据。

随着生物力学，种植技术和口腔生物材料的逐步发展，口腔种植修复已经成为了修复牙列缺失和牙列缺损的主要方法之一，广泛应用于临床，并成为口腔修复发展的未来趋势。传统口腔种植修复需要3-6个月的无负载组织愈合期^[44]，这一愈合期无论是对于患者还是对于临床医生来说都是一个极为漫长的过程，种植体是否能在植入后早期加载，是当今种植修复学的研究热点，而种植体-骨界面区成骨细胞在载荷条件下能否优先分化生长成骨也就成了实现种植体早期载荷必须解决的问题^[45]。

实验证明，活化转录因子4具有一定的促进成骨作用。若将此功能充分发挥与种植体-骨界面成骨过程中，对于缩短种植体愈合期有着极大的实现可能。但牙槽骨通过多层面、多因素的网络调控来完成的应力条件下的种植体-骨界面的骨改建和骨重塑。各种力学刺激导致成骨细胞、破骨细胞基因改变的过程涉及众多基因的变化，针对活化转录因子4的研究显得较为凌乱，其与其他基因之间的相互影响也不清楚，现阶段还无法精A阐明活化转录因子4在这一过程中的作用。因此，有必要在后续研究中探讨活化转录因子4与各力学信号因子在骨形成和骨吸收过程中的确切作用，进一步证明活化转录因子4在临床应用中的前景和意义。

中国组织工程研究杂志出版内容重点：干细胞；骨髓干细胞；造血干细胞；脂肪干细胞；肿瘤干细胞；胚胎干细胞；脐带脐血干细胞；干细胞诱导；干细胞分化；组织工程
全文链接：